SDS-폴리아크릴아마이드 젤 전기영동
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1. 개요
SDS-폴리아크릴아마이드 젤 전기영동(SDS-PAGE)은 단백질을 크기별로 분리하는 데 사용되는 생화학적 기술이다. 1965년 처음 개발되었으며, 1970년 현재의 형태로 발전했다. SDS-PAGE는 단백질에 음전하를 부여하는 계면활성제인 도데실 황산 나트륨(SDS)과 폴리아크릴아마이드 젤을 사용하여 단백질을 변성시키고, 전기장에서 이동시켜 분리한다. 이 기술은 젤 준비, 시료 준비, 전기영동, 단백질 염색 또는 웨스턴 블롯, 밴딩 패턴 분석 등의 과정을 거친다. SDS-PAGE는 단백질의 존재 확인, 번역 후 변형 분석, 질량 분석을 위한 시료 준비, 의료 진단 등에 널리 활용된다. 변형 및 대안으로는 2차원 전기영동, 네이티브 PAGE, 아가로스 젤 전기영동 등이 있으며, 단백질을 변성시키지 않는 크로마토그래피 방법도 사용될 수 있다.
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| SDS-폴리아크릴아마이드 젤 전기영동 | |
|---|---|
| 개요 | |
| 명칭 | SDS-PAGE (에스디에스-페이지) |
| 다른 이름 | SDS 폴리아크릴아마이드 젤 전기영동 |
| 분야 | 생화학, 분자생물학 |
| 목적 | 단백질 분리 및 분석 |
| 원리 | |
| 기본 원리 | 단백질의 크기에 따른 이동 속도 차이를 이용 전기영동의 원리 적용 |
| SDS 역할 | 단백질에 음전하를 부여하고, 구조를 풀어줌 |
| 젤 | 폴리아크릴아마이드 젤을 사용하여 단백질 분리 |
| 과정 | |
| 시료 준비 | SDS 용액과 함께 단백질 시료를 처리하여 변성시킴 |
| 젤 준비 | 폴리아크릴아마이드 젤을 만들고 전기영동 장치에 설치 |
| 전기영동 | 젤에 시료를 넣고 전기를 흘려 단백질을 이동시킴 작은 단백질은 젤을 빠르게 통과하고, 큰 단백질은 느리게 통과함 |
| 염색 | 쿠마시 블루 등의 염색 시약을 사용하여 단백질 밴드를 시각화 은 염색 등 민감도가 높은 방법도 사용 가능 |
| 분석 | 단백질 밴드의 위치와 강도를 분석하여 분자량 및 양을 결정 웨스턴 블로팅과 같은 추가적인 분석 기법에 활용 |
| 응용 | |
| 단백질 분리 및 정제 | 특정 단백질을 분리하고 정제하는 데 사용 |
| 단백질 분자량 측정 | 단백질의 분자량을 정확하게 측정 |
| 단백질 발현 분석 | 세포 또는 조직에서 특정 단백질의 발현 정도를 확인 |
| 질병 진단 | 특정 질병과 관련된 단백질을 검출하여 진단에 활용 |
| 품질 관리 | 단백질 의약품 또는 식품의 품질 관리 |
| 장점 및 단점 | |
| 장점 | 비교적 간단하고 빠른 방법 다양한 종류의 단백질 분석 가능 재현성이 높음 |
| 단점 | 단백질의 고유한 활성(기능)을 유지하기 어려움 젤의 농도에 따라 분리능이 달라짐 소수성 단백질 또는 막 단백질 분석에 어려움이 있을 수 있음 |
2. 역사
아르네 티셀리우스는 1948년에 전기영동의 원리를 발견하여 노벨 화학상을 수상했다.[58] 1964년 L. Ornstein과 B. J. Davis는 불연속 전기영동을 개발하여 분리능을 향상시켰다.[59] 가교 폴리아크릴아마이드 하이드로젤을 사용함으로써 젤의 안정성이 높아지고 미생물 분해가 일어나지 않았다. 연속 폴리아크릴아마이드 젤에서 SDS의 변성 효과와 그에 따른 분해능 개선은 1965년 제임스 E. 다넬 연구 그룹의 데이비드 F. 서머스가 폴리오바이러스 단백질을 분리하기 위해 처음으로 기술했다.[60] 현재 사용되는 SDS-PAGE 변형은 1970년 울리히 K. 뢰믈리에 의해 개발되었으며, 처음에는 박테리오파지 T4의 머리에 있는 단백질을 특성화하는 데 사용되었다.[1]
SDS-PAGE는 단백질을 질량별로 분리하는 전기영동 방법이다. 이 방법은 폴리아크릴아마이드 기반의 불연속 젤을 매질로 사용한다. 폴리아크릴아마이드 젤은 주로 두 개의 유리판 사이에 끼워져 슬래브 젤을 형성한다. 과거에는 튜브 젤이 사용되기도 했지만, 슬래브 젤이 더 편리하여 널리 사용되고 있다.[4]
3. 원리
도데실 황산 나트륨(SDS)은 이 과정에서 중요한 역할을 한다. 약 1.4g의 SDS가 단백질 1g에 결합하며,[5][6][7] 이는 아미노산 2개당 SDS 분자 1개에 해당한다.[8] SDS는 계면활성제로 작용하여 단백질 고유의 전하를 가리고 단백질에 매우 유사한 전하-질량 비율을 부여한다. 단백질의 고유 전하는 SDS 부하에 비해 무시할 수 있으며, 양전하는 분리 젤의 염기성 pH 범위에서 크게 감소한다.
일정한 전기장을 가하면 단백질은 양극으로 이동하며, 각 단백질은 질량에 따라 다른 속도로 이동한다. 이 과정을 통해 질량별로 단백질을 정확하게 분리할 수 있다.
SDS-PAGE는 CTAB을 사용하는 CTAB-PAGE,[12][13][14] 16-BAC를 사용하는 BAC-PAGE[15]로 수행할 수도 있다.
3. 1. SDS의 역할
SDS(도데실 황산 나트륨)는 계면활성제의 일종으로, 단백질 고유의 전하를 가려 단백질에 매우 유사한 전하-질량 비율을 부여한다.[5][6][7] 단백질 1g당 약 1.4g의 SDS가 결합하며, 이는 아미노산 2개당 SDS 분자 1개에 해당한다.[8] SDS가 결합하면 단백질의 고유 전하는 무시할 수 있게 되며, 양전하는 분리 젤의 염기성 pH 범위에서 크게 감소한다.
SDS는 임계 미셀 농도(CMC)라는 특정 농도 이상에서 수용액에서 구형 미셀을 형성한다. CMC 이상에서는 SDS가 단량체와 미셀 형태로 동시에 존재하며, CMC 미만에서는 SDS는 수용액에서 단량체로만 존재한다.[9] 단백질에는 SDS 단량체가 결합하며, SDS 미셀은 외부가 음이온성을 띄기 때문에 단백질을 흡착하지 않는다.[5]
SDS는 극성 및 비극성 부분을 모두 펼칠 수 있는 양쪽성 물질이다.[10] 0.1 밀리몰 이상의 SDS 농도에서 단백질 변성이 시작되며, 1mM 이상에서는 대부분의 단백질이 변성된다.[5] SDS의 강력한 변성 효과로 인해 사차 구조는 SDS로 결정할 수 없는 것이 일반적이다. 예외는 공유 가교 (예: -S-S- 결합)에 의해 안정화된 단백질과 SDS 존재 하에서도 안정적인 SDS 내성 단백질 복합체이다. SDS 내성 복합체를 변성시키려면 높은 활성화 에너지가 필요하며, 이는 가열을 통해 얻는다.
3. 2. 폴리아크릴아마이드 젤의 역할
폴리아크릴아마이드 젤은 라디칼 중합에 의해 생성되며, 아크릴아마이드가 젤 형성제 역할을 하고 메틸렌비스아크릴아미드가 가교제 역할을 한다. TEMED는 촉매, 과황산 암모늄(APS)은 라디칼 개시제로 작용하여 중합을 시작한다.[16] 중합은 온도와 촉매 및 라디칼 개시제의 양에 따라 15분에서 몇 시간까지 걸린다.
분리 젤을 먼저 붓고, 그 위에 물에 거의 녹지 않는 알코올(주로 완충액으로 포화된 부탄올 또는 아이소프로판올)을 덮어 메니스커스의 기포를 제거하고 젤 용액을 라디칼 소거제 산소로부터 보호한다. 분리 젤이 중합된 후 알코올을 제거하고, 스태킹 젤 용액을 분리 젤 위에 붓는다. 샘플 콤을 삽입하여 중합 후 샘플을 넣을 웰을 만든다.
단백질 시퀀싱을 위해 단백질을 사용할 경우, 젤은 전기영동 하루 전에 준비하여 비중합된 아크릴아마이드가 단백질의 시스테인과 반응하는 것을 줄인다.
그래디언트 믹서를 사용하면 아크릴아마이드 농도가 점차 변하는 그래디언트 젤(보통 4~12%)을 만들 수 있다. 이는 더 넓은 분자량 범위의 단백질을 분리할 수 있게 한다.[17]
상업용 젤(''사전 주조 젤'')은 비스-트리스 메탄 완충액 물질을 사용하며, pH는 6.4에서 7.2 사이이다.[18][19] 이 젤은 하나의 완충액만 사용하고(연속 젤 전기영동) pH가 거의 중성이기 때문에 몇 주 동안 보관할 수 있다. 중성 pH는 폴리아크릴아마이드의 가수분해를 늦추고, 단백질에서 아크릴아마이드로 변형되는 시스테인 잔기를 줄인다.[18] 비스 트리스 젤의 단백질은 루테늄 복합체로 염색할 수 없다.[20] 이 젤 시스템은 비교적 큰 분리 범위를 가지며, 런닝 완충액에서 MES 또는 MOPS를 사용하여 분리 범위를 조절할 수 있다.[18]
4. 실험 과정
SDS-PAGE는 젤 준비, 시료 준비, 전기영동, 단백질 염색 또는 웨스턴 블롯, 밴딩 패턴 분석 등의 과정으로 이루어진다.[16]
전기영동 과정은 다음과 같다.
- 젤 준비: 두 개의 밀봉된 유리판 사이에 스페이서가 있는 몰드에서 라디칼 중합을 통해 젤을 만든다.
- 시료 준비: SDS를 단백질에 과량 첨가하고 가열하여 단백질의 2차 및 3차 구조를 파괴한다.
- 전기영동: 변성된 샘플을 폴리아크릴아마이드 젤에 로딩하고 전압을 가하면, 음전하를 띤 분자가 양극 방향으로 이동하면서 젤이 체 역할을 하여 단백질이 분자 크기별로 분리된다.
- 분석: 전기영동 후 쿠마시 염색, 은 염색 등으로 단백질을 분석한다.
4. 1. 젤 준비
젤은 두 개의 밀봉된 유리판과 유리판 사이에 스페이서가 있는 몰드에서 라디칼 중합에 의해 생성된다. 일반적인 미니 젤 설정에서 스페이서는 0.75 mm 또는 1.5 mm 두께를 가지며, 이는 젤의 로딩 용량을 결정한다. 젤 용액을 붓기 위해, 판은 일반적으로 두 개의 스페이서로 유리판의 열린 바닥을 임시로 밀봉하는 스탠드에 고정된다.
젤 용액은 아크릴아마이드(젤 형성제, 일반적으로 스태킹 젤에서는 4% V/V, 분리 젤에서는 10-12%), 가교제인 메틸렌비스아크릴아미드, 스태킹 또는 분리 젤 완충액, 물, SDS를 혼합하여 만든다. 촉매인 TEMED와 라디칼 개시제인 과황산 암모늄(APS)을 첨가하여 중합을 시작한다.[16] 그런 다음 기포가 생기지 않도록 유리판 사이에 용액을 붓는다. 촉매 및 라디칼 개시제의 양과 온도에 따라 중합은 15분에서 몇 시간까지 지속된다.
하부 젤(분리 젤)을 먼저 붓고 물에 거의 녹지 않는 알코올(일반적으로 완충액으로 포화된 부탄올 또는 이소프로판올) 몇 방울로 덮어 메니스커스의 기포를 제거하고 라디칼 소거제 산소로부터 젤 용액을 보호한다. 분리 젤의 중합 후, 알코올을 버리고 잔류 알코올을 여과지로 제거한다. 스태킹 젤 용액에 APS와 TEMED를 첨가한 후, 굳어진 분리 젤 위에 붓는다. 그 후, 기포가 생기지 않도록 적절한 샘플 콤을 유리판 사이에 삽입한다. 샘플 콤은 중합 후에 조심스럽게 빼내어 샘플 적용을 위한 웰을 남긴다.
단백질 시퀀싱에 단백질을 나중에 사용하기 위해, 젤은 비중합된 아크릴아미드가 단백질의 시스테인과 반응하는 것을 줄이기 위해 전기영동 하루 전에 준비되는 경우가 많다.
4. 2. 시료 준비
시료 준비 과정에서 시료 완충액과 함께 SDS를 단백질에 과량으로 첨가하고, 95°C에서 5분 또는 70°C에서 10분 동안 가열한다. 가열은 수소 결합을 파괴하고 분자를 펴서 단백질의 2차 구조와 3차 구조를 파괴한다. 선택적으로, 이황화 결합은 환원에 의해 절단될 수 있는데, 이를 위해 β-메르캅토에탄올 (β-ME, 부피의 5%), 디티오트레이톨 (DTT, 10–100 밀리몰),[21] 디티오에리트리톨 (DTE, 10 밀리몰), 트리스(2-카복시에틸)포스핀[22] 또는 트리부틸포스핀[21]과 같은 환원 티올이 시료 완충액에 첨가된다. 실온으로 냉각한 후, 각 시료는 전기영동 장치의 웰에 피펫팅된다.
일반적으로 분자량 마커가 젤에 로딩된다. 이는 알려진 크기의 단백질로 구성되어 젤의 서로 다른 트랙에서 평행하게 이동하는 실제 시료 단백질 크기를 추정(± 10% 오차)할 수 있게 해준다.[23] 분자량을 보다 정확하게 결정하기 위해 개별 단백질 밴드의 상대적인 이동 거리를 측정한다.[44][45] 상대 이동도(Rf 값 또는 Rm 값)는 단백질 밴드가 이동한 거리를 완충액 전선이 이동한 거리로 나눈 값이다. 크기 마커의 Rf는 알려진 분자량에 대해 반대수 눈금으로 플롯되며, 이를 통해 알 수 없는 단백질의 분자량을 결정할 수 있다.[44][46]
당화된 단백질 밴드는 흐릿해질 수 있는데,[41] 이는 당화가 종종 이질적이기 때문이다.[47] 염기성 아미노산이 많은 단백질(예: 히스톤)[48]은 분자량 과대평가로 이어지거나, 젤로 전혀 이동하지 않을 수도 있다. 반면에 산성 아미노산이 많은 단백질은 분자량을 과소평가할 수 있다.[49]
4. 3. 전기영동
분리를 위해 변성된 샘플을 적절한 전해질이 있는 전기 영동 완충액에 넣은 폴리아크릴아마이드 젤에 로딩한다. 그 후, 전압(일반적으로 약 100 V, 겔 길이 1cm당 10-20 V)을 가하면 음전하를 띤 분자가 양전하를 띤 양극 방향으로 겔을 통해 이동한다. 겔은 체와 같은 역할을 한다. 작은 단백질은 겔의 메쉬를 비교적 쉽게 통과하는 반면, 더 큰 단백질은 유지될 가능성이 더 커서 겔을 더 느리게 이동하므로 단백질을 분자 크기별로 분리할 수 있다. 전기 영동은 사용된 전압과 겔 길이에 따라 30분에서 몇 시간까지 지속된다.
가장 빠르게 이동하는 단백질 (분자량 5 kDa 미만)은 겔을 통과하는 전기 영동 완충액의 음이온 성분과 함께 완충액 전선을 형성한다. 완충액 전선 영역은 비교적 작고 음이온성인 염료인 브로모페놀 블루를 샘플 완충액에 첨가하여 눈에 띄게 한다. 브로모페놀 블루의 분자 크기가 비교적 작기 때문에 단백질보다 빠르게 이동한다. 이동하는 유색 밴드를 육안으로 제어하여 염료와 샘플이 겔을 완전히 통과하여 겔을 빠져나가기 전에 전기 영동을 중지할 수 있다.[24][25]
가장 일반적으로 사용되는 방법은 불연속 SDS-PAGE이다. 이 방법에서 단백질은 먼저 중성 pH의 수집 겔로 이동하여 농축된 다음, 실제 분리가 일어나는 염기성 pH의 분리 겔로 이동한다. 스태킹 겔과 분리 겔은 서로 다른 기공 크기(4-6% T 및 10-20% T), 이온 세기 및 pH 값(pH 6.8 또는 pH 8.8)으로 구별된다. 가장 자주 사용되는 전해질은 SDS를 함유하는 트리스-글리신-염화물 완충제 시스템이다. 중성 pH에서 글리신은 주로 쯔비터 이온 형태를 형성하고, 높은 pH에서는 글리신이 양전하를 잃고 주로 음이온이 된다. 수집 겔에서 더 작고 음전하를 띤 염화물 이온은 단백질 앞에서 (선도 이온으로) 이동하고, 약간 더 크고 음전하와 부분적으로 양전하를 띤 글리신산염 이온은 단백질 뒤에서 (초기 후행 이온으로) 이동하는 반면, 비교적 염기성 분리 겔에서는 두 이온 모두 단백질 앞에서 이동한다. 스태킹 겔과 분리 겔 완충액 사이의 pH 기울기는 스태킹 겔의 경계에서 분리 겔로 스태킹 효과를 유발하는데, 글리신산염이 pH가 증가함에 따라 늦추는 양전하를 부분적으로 잃고, 이전 후행 이온으로 단백질을 따라잡아 선도 이온이 되어 다른 단백질 밴드가 좁고 선명해지기 때문이다 (염색 후 확인 가능). 더 작은 단백질과 펩타이드를 분리하기 위해 Schägger와 von Jagow의 TRIS-트리신 완충제 시스템이 0.5 ~ 50 kDa 범위의 단백질 분산이 더 높기 때문에 사용된다.[26]
4. 4. 염색 및 분석
전기영동 분리가 끝나면 모든 단백질은 크기별로 정렬되며, 쿠마시 염색(가장 일반적이고 사용하기 쉬움),[27][28] 은 염색 (가장 높은 민감도),[29][30][31][32][33][34] 스테인 올 염색, 아미도 블랙 10B 염색,[28] 패스트 그린 FCF 염색,[28] 에피코코논 염색[35] 및 SYPRO 오렌지 염색과 같은 형광 염색, 그리고 웨스턴 블롯과 같은 면역학적 검출과 같은 다른 방법으로 분석할 수 있다.[37][38] 형광 염료는 단백질 양과 색상 강도 사이에서 약 3자리 수의 높은 선형성을 가지며, 이는 검출 한계 (색상 강도로 추정할 수 있는 단백질 양)보다 높다. 형광 단백질 염료 트리클로로에탄올을 사용하는 경우, 젤 용액에 첨가되어 전기영동 후 젤에 UV 광선을 조사하면 후속 단백질 염색을 생략한다.[39][40]쿠마시 염색에서 젤은 1시간 동안 50% 에탄올 10% 빙초산 용액에 고정된다. 그런 다음 용액을 신선한 용액으로 교체하고 1~12시간 후 젤을 염색 용액(50% 메탄올, 10% 빙초산, 0.1% 쿠마시 브릴리언트 블루)으로 변경한 다음, 40% 메탄올, 10% 빙초산의 탈색 용액을 여러 번 교체하여 탈색한다.
단백질을 젤에서 염색하면 다양한 단백질의 문서화 가능한 밴딩 패턴이 생성된다.
- 당단백질은 당화 수준이 다르며 당화 부위에서 SDS를 더 불균일하게 흡착하여 밴드가 더 넓고 흐려진다.[41]
- 막 단백질은 막관통 도메인 때문에 종종 소수성 아미노산으로 구성되어 있으며, 수용액에서 용해도가 낮고, 지질에 결합하는 경향이 있으며, 충분한 양의 세제가 없을 때 소수성 효과로 인해 수용액에서 침전되는 경향이 있다. 이러한 침전은 SDS-PAGE에서 막 단백질의 밴드 위에서 "꼬리"로 나타난다. 이 경우 더 많은 SDS를 사용하고(더 많거나 더 농축된 시료 완충액 사용), 시료 적용시 단백질의 양을 줄일 수 있다.
- 가용성 단백질로 젤을 과부하하면 이 단백질의 반원형 밴드가 생성되어(예: 이미지의 마커 레인에서 66kDa), 유사한 분자량을 가진 다른 단백질을 덮을 수 있다.
- 레인 내의 밴드 간의 낮은 대비(이미지의 마커 레인과 같이)는 많은 단백질의 존재(낮은 순도)를 나타내거나, 정제된 단백질을 사용하고 낮은 대비가 한 밴드 아래에서만 발생하는 경우, 단백질의 단백질 분해 분해를 나타내며, 이는 먼저 분해 밴드를 생성하고 추가 분해 후 밴드 아래에 균질한 색상("스미어")을 생성한다.[42]
밴딩 패턴의 문서는 일반적으로 사진 촬영이나 스캔을 통해 수행된다. 개별 밴드에서 분자를 후속적으로 회수하기 위해 젤 추출을 수행할 수 있다.
5. 응용
SDS-PAGE는 생화학 분야에서 단백질을 빠르고 정확하게 분리하고 분석하는 데 널리 사용되는 방법이다. 장비 및 시약 비용이 비교적 저렴하고 사용 방법이 쉽다는 장점이 있지만, 확장성이 낮아 주로 분석 목적으로 사용되며, 많은 양의 단백질을 분리해야 하는 경우에는 덜 사용된다.
SDS-PAGE는 단백질 혼합물에서 특정 단백질의 존재를 확인하거나 번역 후 변형 분석을 위해 웨스턴 블롯과 함께 사용된다.[50][51] 단백질의 번역 후 변형은 상대적인 이동도(밴드 이동)를 변화시키거나, 웨스턴 블롯에서 사용되는 검출 항체의 결합에 변화를 가져올 수 있다(밴드가 사라지거나 나타남).
SDS-PAGE는 단백질의 질량 분석법에서 젤 내 소화를 사용하여 분광법 전에 시료를 준비하는 데 널리 사용되는 방법이다. 단백질의 분자량을 결정하는 데 있어 분석 초원심분리보다는 약간 더 정확하지만, 질량 분석법이나 DNA 서열로부터 단백질 분자량을 계산하는 것보다는 덜 정확하다.
SDS-PAGE는 HIV 검사의 일부로 사용되거나 단백뇨를 평가하는 데 사용되는 등 의료 진단에도 활용된다. HIV 검사에서 HIV 단백질은 SDS-PAGE에 의해 분리된 후, 환자의 HIV 특이적 항체가 혈청에 존재하는 경우 웨스턴 블롯으로 검출된다. 단백뇨를 위한 SDS-PAGE는 알부민, 알파-2-마크로글로불린, IgG와 같은 소변 내 다양한 혈청 단백질의 수준을 평가한다.
6. 변형 및 대안
SDS-PAGE에서 폴리아크릴아마이드 젤은 보통 두 개의 유리판 사이에 끼워져 슬래브 젤을 형성한다. 과거에는 튜브 젤이 사용되기도 했지만, 슬래브 젤이 더 편리하여 빠르게 대체되었다.[4] SDS는 계면활성제 역할을 하여 단백질 고유의 전하를 가리고, 단백질에 매우 유사한 전하 대 질량 비율을 부여한다. 단백질의 고유 전하는 SDS에 비해 무시할 수 있으며, 양전하는 분리 젤의 염기성 pH 범위에서 크게 감소한다.
SDS는 임계 미셀 농도(CMC) 이상에서 수용액에서 구형 미셀을 형성한다. CMC 이상에서 SDS는 단량체와 미셀 형태로 동시에 존재하며, CMC 미만에서는 단량체로만 존재한다. 단백질에 결합하는 것은 SDS 단량체뿐이며, SDS 미셀은 외부에서 음이온성을 띠어 단백질을 흡착하지 않는다.[5] SDS는 양쪽성이라 단백질 구조의 극성 및 비극성 부분을 모두 펼칠 수 있다.[10]
일반적으로 사차 구조는 SDS의 강력한 변성 효과와 단백질 복합체의 해리 때문에 SDS로는 결정할 수 없다. 예외는 공유 가교(예: -S-S- 결합)로 안정화된 단백질과 SDS 존재 하에서도 안정적인 SDS 내성 단백질 복합체(실온에서만 해당)이다. SDS 내성 복합체를 변성시키려면 높은 활성화 에너지가 필요하며, 이는 가열을 통해 얻는다. 안정적인 단백질 복합체는 SDS 내성뿐만 아니라 프로테아제에 대한 안정성과 증가된 생물학적 반감기로 특징지어진다.[11]
폴리아크릴아마이드 젤 전기영동은 CTAB을 사용하는 CTAB-PAGE,[12][13][14] 16-BAC를 사용하는 BAC-PAGE로 수행할 수도 있다.[15]
6. 1. 변형
SDS-PAGE는 단백질의 젤 전기영동 분리에 가장 널리 사용되는 방법이다. 2차원 젤 전기영동은 등전점 분리(isoelectric focusing) 또는 BAC-PAGE를 SDS-PAGE와 순차적으로 결합한다.[52][53] 네이티브 PAGE는 단백질의 네이티브 폴딩을 유지해야 하는 경우에 사용된다. 막 단백질의 분리를 위해서는 SDS-PAGE 대신 BAC-PAGE 또는 CTAB-PAGE가 사용될 수 있다. 더 큰 단백질 복합체의 전기영동 분리를 위해서는 아가로스 젤 전기영동을 사용할 수 있으며, 예를 들어 SDD-AGE가 있다. 일부 효소는 효소 활성을 통해 자이모그래피로 검출될 수 있다.[54]6. 2. 대안
SDS-PAGE는 비교적 저렴하고 정확하게 단백질을 분리하고 분석하는 방법이지만, 단백질을 변성시킨다. 단백질을 변성시키지 않는 조건이 필요하다면, 네이티브 PAGE나 다른 크로마토그래피 방법을 사용하여 단백질을 분리하고, 광도법 정량을 수행해야 한다. 다른 크로마토그래피 방법에는 친화성 크로마토그래피 (또는 탠덤 친화성 정제), 크기 배제 크로마토그래피, 이온 교환 크로마토그래피 등이 있다.[55]접선 유량 여과[56] 또는 한외 여과[57]를 통해 크기별로 단백질을 분리할 수도 있다. 친화성 크로마토그래피나 풀다운 분석을 통해 혼합물에서 단일 단백질을 분리할 수 있다.
역사적으로 초기에 사용되었고 비용 효율적인 방법으로는, 코스모트로피 분자(예: 황산 암모늄 침전)나 폴리에틸렌글리콜 침전 등과 같이 일련의 추출 및 침전을 기반으로 하는 조잡한 분리 방법이 있다.
참조
[1]
논문
Cleavage of Structural Proteins during the Assembly of the Head of Bacteriophage T4
[2]
뉴스
Interview with Ulrich Lämmli
http://www.nzzfolio.[...]
Neue Zürcher Zeitung
2012-03-04
[3]
뉴스
Interview with Ulrich Lämmli (in German)
http://www.nzzfolio.[...]
Neue Züricher Zeitung
2005
[4]
논문
Slab-gel electrophoresis
Elsevier BV
2000-12-01
[5]
논문
Binding of dodecyl sulfate to proteins at high binding ratios. Possible implications for the state of proteins in biological membranes.
[6]
서적
Proteins
[7]
논문
Study of the sodium dodecyl sulphate–protein complexes: evidence of their wormlike conformation by treating them as random coil polymers
[8]
서적
Fundamental Laboratory Approaches for Biochemistry and Biotechnology.
John Wiley & Sons, Inc.
[9]
논문
Luminescent probes for detergent solutions. A simple procedure for determination of the mean aggregation number of micelles
[10]
서적
Biochemistry
2015-04-08
[11]
논문
Structural basis of protein kinetic stability: resistance to sodium dodecyl sulfate suggests a central role for rigidity and a bias toward beta-sheet structure.
https://pubmed.ncbi.[...]
[12]
논문
Cationic electrophoresis and electrotransfer of membrane glycoproteins
[13]
논문
The determination of molecular weights of biologically active proteins by cetyltrimethylammonium bromide-polyacrylamide gel electrophoresis
[14]
논문
CTAB-PAGE
[15]
논문
16-BAC/SDS–PAGE: A Two-Dimensional Gel Electrophoresis System Suitable for the Separation of Integral Membrane Proteins
[16]
논문
One-dimensional SDS-polyacrylamide gel electrophoresis (1D SDS-PAGE).
[17]
논문
2-dimensional resolution of plasma proteins by combination of polyacrylamide disc and gradient gel electrophoresis.
https://pubmed.ncbi.[...]
[18]
논문
Models of protein modification in Tris–glycine and neutral pH Bis–Tris gels during electrophoresis: Effect of gel pH
[19]
논문
A new multiphasic buffer system for sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis of proteins and peptides with molecular masses 100 000-1000, and their detection with picomolar sensitivity
[20]
논문
Ruthenium (II) tris-bathophenanthroline disulfonate is well suitable for Tris-Glycine PAGE but not for Bis-Tris gels
[21]
논문
Optimized Proteome Reduction for Integrative Top–Down Proteomics.
[22]
논문
Selective reduction of disulfides by tris(2-carboxyethyl)phosphine.
[23]
서적
Protein Analysis and Purification: Benchtop Techniques
https://books.google[...]
Springer Science & Business Media
2006-12-22
[24]
논문
Cationic Electrophoresis.
[25]
논문
The No-Nonsens SDS-PAGE.
[26]
논문
Tricine-sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis for the separation of proteins in the range from 1 to 100 kDa
[27]
논문
Two new staining procedures for quantitative estimation of proteins on electrophoretic strips
[28]
논문
Studies and critique of Amido Black 10B, Coomassie Blue R, and Fast Green FCF as stains for proteins after polyacrylamide gel electrophoresis.
[29]
논문
Trace polypeptides in cellular extracts and human body fluids detected by two-dimensional electrophoresis and a highly sensitive silver stain.
[30]
간행물
A highly sensitive silver stain for detecting proteins and peptides in polyacrylamide gels
1979-09
[31]
논문
Improved silver staining of plant protein, RNA & DNA in PAA gels.
[32]
논문
Improvement and simplification of low-background silver staining of proteins by using sodium dithionite.
[33]
논문
A comparison between low background silver diammine and silver nitrate protein stains.
[34]
서적
Two-Dimensional Electrophoresis Protocols
https://hal.archives[...]
[35]
논문
Epicocconone staining: a powerful loading control for Western blots
2014-02
[36]
서적
Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology III: Applications in Sensing and Imaging Band 3 von Advanced Fluorescence Reporters in Chemistry and Biology
Springer
[37]
간행물
Staining Proteins in Gels
[38]
서적
Enzyme Structure Part I
https://pubmed.ncbi.[...]
[39]
간행물
Visible fluorescent detection of proteins in polyacrylamide gels without staining.
https://pubmed.ncbi.[...]
[40]
간행물
Stain-Free total protein staining is a superior loading control to β-actin for Western blots.
[41]
서적
Cryo-EM Part A: Sample Preparation and Data Collection
https://books.google[...]
Academic Press
2010-09-30
[42]
서적
Guide to Protein Purification
https://books.google[...]
Academic Press
2009-11-03
[43]
문서
'Gel drying methods.'
Methods in molecular biology
[44]
서적
Basic Bioscience Laboratory Techniques: A Pocket Guide
https://books.google[...]
John Wiley & Sons
2011-08-24
[45]
서적
Basic Methods for the Biochemical Lab
https://books.google[...]
Springer Science & Business Media
2006-09-13
[46]
웹사이트
Measuring mobility of protein bands
https://www.ruf.rice[...]
2007-01-05
[47]
웹사이트
Beginners Guide To Glycosylation Of Proteins
https://peakproteins[...]
2021-02-25
[48]
서적
Manual of Biological Markers of Disease
https://books.google[...]
Springer Science & Business Media
2012-12-06
[49]
간행물
An equation to estimate the difference between theoretically predicted and SDS PAGE-displayed molecular weights for an acidic peptide
[50]
간행물
Western blot: technique, theory, and trouble shooting
2012-09
[51]
간행물
Western blotting: a powerful staple in scientific and biomedical research
2022-06
[52]
간행물
High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins
[53]
간행물
Protein mapping by combined isoelectric focusing and electrophoresis of mouse tissues. A novel approach to testing for induced point mutations in mammals
https://link.springe[...]
[54]
간행물
Zymography methods for visualizing hydrolytic enzymes
[55]
서적
Protein Purification: Principles, High Resolution Methods, and Applications
John Wiley & Sons
2012-01-03
[56]
서적
Downstream Processing of Proteins: Methods and Protocols
Springer Science & Business Media
[57]
서적
Protein Bioseparation Using Ultrafiltration: Theory, Applications And New Developments
World Scientific
2003-06-11
[58]
간행물
Turning a PAGE: the overnight sensation of SDS-polycrylamide gel electrophoresis
[59]
간행물
Disc Electrophoresis –1. Background and Theory
[60]
간행물
Evidence for virus-specific noncapsid proteins in poliovirus-infected HeLa cells.
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